| Estudio - ADN Escorpiones |
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Hace casi un año, envié varios mensajes en que
solicitaba ejemplares de escorpion, preservados en
etanol absoluto (95-100%), para un análisis
filogenético global del ordern Scorpiones, basado en
datos de secuenciación de ADN. Para aquéllos que no
recibieron aquel mensaje, este analisis basado en
datos de secuenciación (y finalmente también
morfología, para ser combinados en un análisis
simultáneo), está planeado por mi y por Ward Wheeler
(del Museo Americano de Historia Natural, Nueva York)
una vez que haya suficientes muestras para permitir
una representación adecuada a traves del orden.
Nuestro objetivo es representar cada uno de los
aproximadamente 160 géneros de escorpión por al menos
un ejemplar de la especie (excepto los monotípicos).
Actualmente intentamos basar nuestro análisis en
cuatro regiones genéticas (12S rDNA, 16S rDNA, 28S
rDNA y CO I), que representan aproximadamente 2 Kb de
secuencias ribosomales y codificadoras de proteínas de
los genomas mitocondrial y nuclear. Regiones genéticas
adicionales, como 18S rDNA, RNA POL II y EF1-alpha,
serán incluidas oportunamente.
Cuando envié el mensaje hace un año, ya se habían
obtenido las secuencias de ADN de las cuatro regiones
antes mencionadas de 37 géneros de escorpión (56
especies). Un año después, como resultado de los
esfuerzos de captura de muchas de las personas a
quienes se dirigió ese mensaje, tenemos la secuencia
de ADN de 59 géneros (117 especies, algunas de las
cuales falta por completarse): ¡esto es más de un
tercio de los géneros descritos de escorpión! Se está
realizando un análisis preliminar de las secuencias no
"buthied" (?) conseguidas hasta ahora y se planea
someterlas a publicación en los próximos meses. Los
agradecimientos más sinceros a todos aquéllos que
proporcionaron material para secuenciación durante
este periodo, o que me ayudaron financieramente,
logisticamente o de cualquier otro modo, a colectar
material yo mismo (ustedes saben quiénes son).
Como verán en la lista de especies que sigue, hemos
podido conseguir algunos escorpiones muy raros, de
lugares igualmente raros. Para aquéllos familiarizados
con la clasificacion de familias y subfamilias (yo sé
que es difícil acompañar el paso con los extraños
cambios), verán que tenemos "bothriurids" y "buthids",
"chactids" y "diplocentrids", "euscorpiids",
"ischnurids" e "iurids", "scorpionids", "scorpiopids
superstitioniids" y "vaejovids". Tambien tenemos
"troglotayosicids" y "microcharmids", y estampas
difíciles como "Anuroctonus" y "Lisposoma". Me acaban
de avisar que una muestra de "Chaerilus" viene en
camino...
Pero todavia tenemos mucho camino que recorrer.
Algunos grupos (por ejemplo, los bothriurids,
diplocentrids, euscorpiids, scorpiopids y
superstitioniids) están sin esperanza
sub-representados, y otros (por ejemplo, los
chaerilids, heteroscorpionids y pseudochactids) no
están representados en lo absoluto. Igualmente,
algunas regiones geográficas están sin esperanza
sub-representados. Tenemos buena cobertura de
Australia, Europa, Norteamérica (excepto México) y
Africa meridional, y cobertura regular de Africa
septentrional y oriental. Sin embargo, el Caribe,
Sudamérica, el sudeste Asia/Indo-Pacífico, Madagascar
y el Oriente Medio están cubiertos pobremente,
mientras que América Central, India (con una
excepción) y Africa Central no están cubiertas en lo
absoluto.
Para solucionar estas faltas en el muestreo,
necesitamos el apoyo continuo de todos ustedes. Por
favor, ayúdenos a adquirir muestras adicionales,
preservadas en etanol 95-100%, de su país, o de otros
países cuando vayan en viajes de capturas. Por favor,
envíen también este mensaje a colegas que piensen
ustedes podrían ayudar en la adquisicion de muestras,
o envienme su dirección de correo electrónico, fax, o
direccion postal. Preservar muestras frescas para
secuenciación de ADN es un procedimiento fácil, que
sólo requiere que los escorpiones sean sacrificados y
fijados en etanol (por favor, refieranse a los
protocolos indicados más abajo). Necesitamos
principalmente especies de géneros que todavia no han
sido secuenciados (es decir, ¡cualquiera no citado en
la lista a seguir!), o especies adicionales de géneros
que no han sido muestreados adecuadamente. También
estamos interesados especialmente en obtener muestras
de las especies tipo de los géneros. Para quienes no
conocen el género escorpión, les agradeceriamos casi
cualquier escorpion del Caribe, América Central y del
Sur, sudeste Asia/Indo-Pacifico, Madagascar, Africa
central, el Medio Oriente e India/Sri Lanka. ¡Las
probabilidades son que nos sean útiles! Además de un
intercambio por muestras de Africa meridional
(preferiblemente, pero no exclusivamente de
escorpiones) y separatas de publicaciones resultantes
de este trabajo, tenemos poco que ofrecer a cambio de
su generosidad. Con gusto comunicaremos todas las
secuencias obtenidas de las especies que ustedes nos
envien, para que sean utilizadas en sus propias
investigaciones. Por favor, comuniquenme si podrian
seguir ayudando en este proyecto enviando algunas
muestras. El éxito de este proyecto depende
completamente de cuántos géneros adicionales podemos
obtener material fresco. Con la ayuda de ustedes,
¡habremos muestreado dos terceras partes del género
escorpión dentro de un año!.
Datos científicos:
Especies de escorpion secuenciados en sus regiones 12S
rDNA, 16S rDNA, 28S rDNA y CO I:
Esta es una lista de las especies secuenciadas hasta
ahora (X = completa; P = parcial; - = sin secuencia
hasta ahora). No necesitaremos estas especies, aunque
una segunda especie de cada genero de los que tenemos
una sola especie o especies adicionales de generos
grandes (como Heterometrus, Pandinus, Tityus,
Vaejovis) seran bienvenidas.
Genero (numero), Especie, Pais de origen, 12S, 16S,
28S, CO I
1, Alayotityus nanus, Cuba, X, X, X, -
2, Ananteris cussinii, Trinidad, X, X, X, X
3, Androctonus amoreuxi, Egipto, X, X, X, X
3, Androctonus australis, Egipto, X, X, X, X
3, Androctonus bicolor, Egipto, X, X, X, X
3, Androctonus crassicauda, Emiratos Arabes Unidos, X, X, X, X
4, Anuroctonus phaeodactylus, E.U.A., X, X, X, X
5, Australobuthus xerolimiorum, Australia, X, X, X, X
6, Babycurus sp. (jacksoni ?), Tanzania, X, X, X, X
7, Belisarius xambeui, Espana, X, X, X, X
8, Bothriurus sp., Argentina, X, X, X, X
9, Broteochactas laui, Tobago, X, X, X, X
9, Broteochactas nitidus, Trinidad, X, X, X, X
9, Broteochactas orinocoensis, Guyana, X, X, X, X
9, Broteochactas sp. A, Guyana, X, X, X, X
9, Broteochactas sp. B (leoneli?), Guyana, X, X, X, X
10, Brotheas sp. (libinallyi?), Guyana, X, X, X, X
11, Buthacus arenicola, Egipto, X, X, X, X
12, Buthus occitanus, Egipto, X, X, X, X
13, Cazierius gundlachii, Cuba, X, X, P, -
14, Centruroides gracilis, Venezuela, X, X, X, X
14, Centruroides vittatus, E.U.A., X, X, X, X
15, Cercophonius squama, Australia, X, X, X, X
15, Cercophonius sulcatus, Australia, X, X, X, X
16, Chactas raymondhansi, Trinidad, X, X, X, X
17, Cheloctonus crassimanus, R.S.A., X, X, X, X
17, Cheloctonus jonesii, R.S.A., X, X, X, X
18, Diplocentrus lindo, E.U.A., X, X, X, X
18, Diplocentrus whitei, E.U.A., X, X, X, X
19, Euscorpius carpathicus, Italia, X, -, X, -
19, Euscorpius germanus, Austria, X, X, X, X
19, Euscorpius italicus, Suiza, X, X, X, X
20, Grosphus limbatus, Madagascar, P, X, X, X
20, Grosphus madagascariensis, Madagascar, X, X, X, X
21, Hadogenes minor, R.S.A., X, X, X, X
21, Hadogenes tityrus, Namibia, X, X, X, P
21, Hadogenes trichiurus trichiurus, R.S.A., X, X, X, X
22, Hadruroides charcasus, Peru, X, X, X, X
22, Hadruroides lunatus, Peru, X, X, X, X
23, Hadrurus arizonensis arizonensis, E.U.A., X, X, X, X
24, Hemiscorpius lepturus, Iran, X, X, X, X
24, Hemiscorpius socotranus, Isla Socotra (Yemen), X, X, X, X
25, Heterometrus fulvipes, India, X, X, X, X
25, Heterometrus laoticus, Vietnam, X, X, X, X
25, Heterometrus spinifer, Singapur, X, X, X, X
26, Heteronebo sp. (granti?), Abd-al-Kuri (Yemen), X, X, X, X
27, Hottentotta arenaceus, Namibia, X, X, X, X
27, Hottentotta hottentotta, Ghana, X, X, X, X
27, Hottentotta socotrensis, Isla Socotra (Yemen), X, X, X, X
27, Hottentotta trilineatus, Tanzania, X, X, X, X
28, Iomachus politus, Tanzania, X, X, X, X
29, Isometroides sp. 1, Australia, X, X, X, X
29, Isometroides sp. 2 (angusticaudis?), Australia, X, X, X, X
30, Isometrus maculatus, Hawaii (introducido), X, X, X, X
31, Karasbergia methueni, R.S.A., X, X, X, X
32, Leiurus quinquestriatus, Egipto, X, X, X, X
33, Liocheles waigiensis, Australia, X, X, X, X
34, Lisposoma elegans, Namibia, X, X, X, X
35, Lychas mucronatus, Tailandia, X, X, X, X
36, Mesobuthus eupeus, Mongolia, X, X, X, X
36, Mesobuthus gibbosus, Creta (Grecia), X, X, X, X
36, Mesobuthus martensi, China, X, X, X, X
37, Microcharmus sp., Madagascar, X, -, X, -
38, Microtityus jaumei, Cuba, X, -, -, -
38, Microtityus rickyi, Trinidad, X, X, X, X
39, Nebo hierichonticus, Israel, X, X, X, X
40, Opisthacanthus asper, R.S.A., X, X, X, X
40, Opisthacanthus validus, R.S.A., X, X, X, X
41, Opistophthalmus boehmi, R.S.A., X, X, X, X
41, Opistophthalmus capensis, R.S.A., X, X, X, X
41, Opistophthalmus crassimanus, R.S.A., X, X, X, X
41, Opistophthalmus holmi, Namibia, X, X, X, X
42, Pandinus cavimanus, Tanzania, X, X, X, X
42, Pandinus imperator, Ghana, X, X, X, X
42, Pandinus viatoris, Tanzania, X, X, X, X
43, Parabuthus brevimanus, R.S.A., X, X, X, X
43, Parabuthus capensis, R.S.A., X, X, X, X
43, Parabuthus laevifrons, R.S.A., X, X, X, X
43, Parabuthus leiosoma, Tanzania, X, X, X, X
44, Paruroctonus gracilior, E.U.A., X, X, X, X
44, Paruroctonus silvestrii, E.U.A., -, -, -, -
45, Pocockius (sarasinorum?), Sri Lanka, X, X, X, X
46, Pseudouroctonus andreas, E.U.A., -, -, -, -
46, Pseudouroctonus apacheanus, E.U.A., X, X, X, X
46, Pseudouroctonus iviei, E.U.A., X, X, X, X
47, Rhopalurus junceus, Cuba, X, X, X, X
47, Rhopalurus princeps, Republica Dominicana, X, P, X, -
48, Scorpio maurus fuscus, Israel, X, X, X, X
48, Scorpio maurus palmatus, Egipto, X, X, X, X
49, Scorpiops longimanus, Tailandia, X, X, X, X
50, Serradigitus joshuaensis, E.U.A., X, X, X, X
50, Serradigitus wupatkiensis, E.U.A., X, X, X, X
51, Smeringurus mesaensis, E.U.A., X, X, X, X
52, Superstitionia donensis, E.U.A., X, X, X, X
53, Tityus bahiensis, Brasil, X, X, X, X
53, Tityus cambridgei, Guyana, X, X, X, X
53, Tityus clathratus, Trinidad, -, -, X, -
53, Tityus discrepans, Venezuela, X, X, X, X
53, Tityus melanostictus, Trinidad, X, X, X, X
53, Tityus serrulatus, Brasil, X, X, X, X
53, Tityus sp. n., Trinidad, X, X, X, X
53, Tityus stigmurus, Brasil, X, X, X, X
53, Tityus trinitatis, Tobago, X, X, X, X
54, Uroctonites montereus, E.U.A., X, X, X, X
55, Uroctonus mordax, E.U.A., X, X, X, X
56, Urodacus armatus, Australia, X, X, X, X
56, Urodacus manicatus, Australia, X, X, X, X
56, Urodacus novaehollandiae, Australia, X, X, X, X
56, Urodacus yaschenkoi, Australia, X, X, X, X
57, Uroplectes insignis, R.S.A., X, X, X, X
57, Uroplectes planimanus, R.S.A., X, X, X, X
57, Uroplectes triangulifer triangulifer, R.S.A., X, -, X, X
57, Uroplectes vittatus, R.S.A., X, X, X, X
58, Vaejovis coahuilae, E.U.A., X, X, X, X
58, Vaejovis eusthenura, Mexico, X, X, X, X
58, Vaejovis hirsuticauda, E.U.A., X, X, X, X
58, Vaejovis vittatus, Mexico, X, X, X, X
58, Vaejovis waeringi, E.U.A., X, X, X, X
59, Zabius fuscus, Argentina, X, X, X, X
Protocolos:
Idealmente, esperamos que puedan enviarnos dos
ejemplares de cada especie, de ser posible: el primer
jemplar como muestra de ADN, y el segundo como
omprobante para referencia futura. Pedimos que el
jemplar mas grande sea utilizado para muestras de
ejidos y que el ejemplar menor sea guardado como
omprobante. Los ejemplares comprobante y las muestras
de tejidos seran depositados en la coleccion del Museo
Americano de Historia Natural (o institucion de su
eleccion).
Aunque dos ejemplares seria lo ideal, una muestra
minima de un ejemplar (o parte de el) sera suficiente
para extraccion de ADN.
No es necesario que los ejemplares sean adultos. Los
juveniles son suficientes aunque, siendo menores,
limitan la cantidad de tejido disponible para
extracciones multiples (que pueden ser necesarias si
se van a secuenciar hasta seis regiones geneticas). De
la misma manera, no es necesario enviarnos el ejemplar
entero, si desean retener parte de el en su coleccion.
Sin embargo, si solamente envian una parte del
ejemplar, entonces les pedimos secciones de un
pedipalpo y/o patas. En general, seria preferible el
pedipalpo disecado de un adulto a un ejemplar juvenil
entero (cuando sea posible), ya que lo que utilizamos,
principalmente, es el pedipalpo o tejido muscular de
la pata para el aislamiento de ADN. Esto evita la
adicion de pigmentos, que frecuentemente inhiben la
amplificacion del ADN, pero no se puede evitar con
ejemplares pequenos. Se solicita una identificacion
confiable si solo envian una parte del ejemplar (y lo
recomendamos, si saben, cuando envien juveniles muy
pequenos), ya que tendremos dificultades en verificar
los ultimos en tales casos.
Los ejemplares deben ser sacrificados por
congelamiento vivos, con cloroformo (en un vaso de
sacrificio) o por inmersion en etanol (NO utilicen la
tecnica del agua hirviente). La experiencia sugiere
que el mejor metodo para la fijacion de tejidos en los
escorpiones incluye colocar cada escorpion en un
recipiente de etanol y entonces, colocarlo
directamente en el congelador (-20o C). Los
escorpiones deben ser dejados en el etanol, en el
congelador, durante aproximadamente 5 dias, despues de
lo cual el etanol (no diluido) debe ser remplazado
antes de enviar las muestras. Se ha encontrado que
este metodo produce extracciones mas limpias, de las
cuales es mas facil amplificar el ADN, presumiblemente
porque las bajas temperaturas retardan la degradacion
tisular durante el periodo en que ocurre la fijacion.
La amplificacion es mas dificil de ejemplares
sacrificados con cloroformo o inmersion en etanol a
temperatura ambiente (ademas el ultimo metodo es
inhumano: puede llevar horas para que el escorpion
muera). Los escorpiones bien preservados son
facilmente identificados porque los ocelos, membranas
articulatorias y los tejidos musculares internos se
vuelven de color blanco. Los tejidos degradados varian
de gris a cafe o color de rosa (en estos casos pueden
no servir para la amplificacion del ADN).
Noten que si no hay facilidades disponibles de
refrigeracion (por ejemplo en el campo), entonces sera
suficiente la eutanasia por medio de cloroformo o
inmersion en etanol. En este caso, es importante
remover un pedipalpo y/o las patas de un lado del
ejemplar, o al menos hacer una incision en la pleura,
para permitir la difusion mas rapida del etanol en los
tejidos internos. Esta diseccion es absolutamente
ESENCIAL en escorpiones grandes o muy esclerotizados,
en que el etanol sera incapaz de difundir a traves del
exoesqueleto antes de que los tejidos se degraden.
Noten que deben utilizar un bisturi y equipo de
diseccion (por ejemplo una placa de Petri) esteriles
en cada diseccion, para evitar la contaminacion de un
ejemplar con tejidos del ejemplar anterior. Si
utilizan pinzas, estas deben ser limpiadas despues de
cada diseccion. Por favor, asegurense tambien de
utilizar etanol en exceso en el recipiente que
contiene cada ejemplar, ya que si no hay etanol
suficiente, ocurrira una fijacion inadecuada. El
etanol debe ser remplazado dentro de las 24-48 horas
en que ha muerto el escorpion, y despues si el
semuestra descolorido.
Es necesario acompañar cada ejemplar con una etiqueta
que indique los detalles de la colecta (localidad,
colector, fecha, etc.). Esto puede escribirse a lapiz
o con tinta indeleble. Alternativamente, los
ejemplares pueden ser numerados individualmente y los
detalles de la coleccion de la lista numerada
incluidos en el paquete, enviados por fax o por
correoelectronico.
Envio:
Las muestras de tejidos pueden enviarmelas a
Sudafrica, o c/o Ward Wheeler en Nueva York (direccion
abajo). Si las envian a Nueva York, por favor,
avisenme antes de enviarlas para que pueda avisar a
mis colegas de la llegada del paquete. Es aconsejable
registrar todos los paquetes y enviarlos por correo
aereo. Los tejidos/ejemplares deben ser colocados en
recipientes irrompibles de pyrex o de plastico con
tapa hermetica. Esto no puede enfatizarse lo
suficiente, ya que los tejidos se degradaran si se
exponen al aire por cualquier periodo significante.
Los recipientes deben ser colocados dentro de sacos
plasticos sellados, en una pequena caja con relleno.
Con fines de aduana, el paquete puede ser etiquetado
de la manera estandar para ejemplares cientificos,
"EJEMPLARES CIENTIFICOS (INSECTOS MUERTOS) PARA FINES
DE INVESTIGACION" ("SCIENTIFIC SPECIMENS (DEAD
INSECTS) FOR RESEARCH PURPOSES"), indicando que el
contenido no tiene valor comercial. Esto no presentara
problemas para los paquetes que lleguen del extranjero
a Sudafrica o los E.U.A.
Enviar a:
Lorenzo Prendini
Percy Fitz Patrick
Institute University of Cape Town
Rondebosch 7700 Sudafrica
Lorenzo Prendini
c/o Ward WheelerDivision of Invertebrate Zoology
American Museum of Natural HistoryCentral
Park West @ 79th Street
New York NY
10024 Estados Unidos de America
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Fuente :
Artículo escrito por Lorenzo Prendini
Este documento fue obtenido en el Foro Iztaxochitla.
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